Конкурс «Био/Мол/Текст»-2020/2021

Эта работа опубликована в номинации «Свободная тема» конкурса «Био/Мол/Текст»-2020/2021.

---

Генеральный партнер конкурса — ежегодная биотехнологическая конференция BiotechClub, организованная международной инновационной биотехнологической компанией BIOCAD.

---

Спонсор конкурса — компания SkyGen: передовой дистрибьютор продукции для life science на российском рынке.

---

Спонсор конкурса — компания «Диаэм»: крупнейший поставщик оборудования, реагентов и расходных материалов для биологических исследований и производств.

---

«Книжный» спонсор конкурса — «Альпина нон-фикшн»

Чей, простите, бьютиблог?

На какой именно ступени формирования зародыша можно выделить эмбриональные стволовые клетки (ЭСК)? Здесь мы только вихрем промчимся по этапам раннего эмбрионального развития, а подробности можно найти в статье «Как сделать нейрон из фибробласта?» [1]. После оплодотворения зигота делится митозом и на четвёртый день становится морулой, на пятый — бластоцистой, которая состоит из внутренней клеточной массы (ВКМ) и трофэктодермы, а на седьмой она уже готова к имплантации в плаценту [2] (рис. 1).

ЭСК — это клетки, полученные из ВКМ. Они могут неограниченно делиться и дифференцироваться во все типы клеток эмбриона и взрослого человека. Эту способность называют плюрипотентностью [3] (рис. 2). Плюрипотентность ЭСК породила большие надежды на то, что при введении в организм пациента они смогут восстановить или заменить утраченные функции органа или ткани. Этот подход, называемый клеточной терапией, можно было бы использовать для лечения множества заболеваний, например, болезни Паркинсона, диабета и травм спинного мозга [3].

Но использовать ЭСК неэтично, потому что их добывают из эмбрионов человека, а также трудно, так как они отторгаются организмом пациента после трансплантации [4]. Чтобы преодолеть эти препятствия, K. Takahashi и S. Yamanaka получили индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК) , о чём в 2006 году была опубликована статья в Cell [5]. Для этого в соматические клетки фибробластов ввели гены четырёх транскрипционных факторов: Oct4, Sox2, c-Myc, и Klf4. В результате изменились экспрессия генов и эпигенетическая картина генома, обеспечивающая фенотип дифференцированной клетки.

ИПСК тоже хотят использовать для клеточной терапии, но пока их применение ограничивается созданием клеточных линий-моделей для изучения редких генетических заболеваний и проверки эффективности лекарств от них. О получении, применении и ограничениях на использование ИПСК написано в статье «Нобелевская премия по физиологии и медицине (2012): индуцированные плюрипотентные стволовые клетки» [6]. А в статье «Была клетка простая, стала стволовая» [7] более подробно описан эксперимент Шиньи Яманаки и функции транскрипционных факторов, с помощью которых группа японского учёного перепрограммировала соматические клетки.

Множество типов клеток многоклеточного организма с одним и тем же набором генов образуется именно из-за различий в их экспрессии, которая зависит от эпигенетической картины генома. После каждого деления материнской клетки дочерние клетки могут сохранять или не сохранять её эпигенетическую картину. Если после деления дочерняя клетка дифференцируется, её эпигенетическая картина меняется, из-за чего она обретает новый фенотип [8]. Так путем дифференцировки из массы одинаковых ЭСК образуются специализированные клетки всех тканей нашего организма [3].

Регуляторные последовательности позволяют клетке повышать, подавлять, а то и вовсе останавливать или активировать экспрессию своих генов посредством особых белков — транскрипционных факторов (ТФ) [9]. Но контроль экспрессии вовсе не прерогатива сайленсеров и промоторов: большую роль также играет изменение с помощью эпигенетических модификаций доступности хроматина для связывания с ТФ (подробности в статье «Эпигенетика: невидимый командир генома» [10]).

К эпигенетическим модификациям относятся ремоделирование хроматина, посттрансляционные модификации гистонов, метилирование нуклеотидных оснований ДНК. В частности, метилирование именно промотора и энхансера в большинстве случаев подавляет экспрессию генов, хотя метилирован может быть любой участок ДНК [11].

Ремоделирование хроматина заключается в удалении и передвижении белками-ремоделлерами нуклеосом, которые состоят из коровых гистонов и намотанной на них ДНК и препятствуют связыванию других молекул с полинуклеотидом. Распределение нуклеосом в геноме неоднородно: они плотно расположены внутри гетерохроматина, но их мало на регуляторных последовательностях и транскрибируемых генах [12] (рис. 4). Посттрансляционные модификации гистонов (о которых есть материал в статье «Пилюли для эпигенома» [13]) изменяют не только сродство нуклеосом к ремоделлерам хроматина, но и сродство гистонов к ДНК [14].

Коровые гистоны подвергаются ацетилированию, метилированию, фосфорилированию, убиквитилированию (об убиквитине читайте в статье «Вездесущий убиквитин» [15]), сумоилированию (больше о модификации со странным названием смотрите в статье «SUMO: японская борьба или уникальная посттрансляционная модификация?» [16]), дезаминированию и т.д. Чаще всего у гистонов встречаются ацетилирование, метилирование и фосфорилирование [8].

Как это работает? Например, ацетилирование лизина меняет заряд АМК с положительного на нулевой, что, вероятно, ослабляет взаимодействия ДНК с белком и преобразует плотно упакованный хроматин в открытую для транскрипции молекулу. Ацетилирование гистонов требуется для дифференцировки эмбриональных клеток [8]. Метилирование лизина и аргинина увеличивает положительный заряд и гидрофобность АМК [17]. Влияние на экспрессию гена зависит от того, сколько метильных групп присоединено к аминокислоте и какая аминокислота метилирована. Баланс между метилированием и ацетилированием в области энхансера и промотора гена определяет уровень его экспрессии [8].

Фосфорилирование увеличивает общий отрицательный заряд хвоста гистона, препятствуя взаимодействию с ДНК. В стволовых клетках фосфорилирование гистонов участвует не только в ремоделировании хроматина, но и в репарации поврежденной ДНК во время дифференцировки [8].

Помимо коровых гистонов, есть ещё несколько вариантов линкерного гистона Н1. Время их экспрессии в клетке и сродство к хроматину, видимо, играют важную роль в развитии. Более слабое связывание линкерных гистонов с хроматином способствует созданию тотипотентности и поддержанию плюрипотентности клеток ранних эмбрионов, а также дифференцировке [18].

Эпигенетические модификации регулируются транскрипционными факторами. Некоторые из них как раз использовались K. Takahashi и S. Yamanaka для получения ИПСК из фибробластов [19].

Транскрипционные факторы

Гены транскрипционных факторов (ТФ) занимают от 3 до 10% генома эукариот. ТФ влияют на транскрипцию генов, присоединяясь к регуляторным последовательностям ДНК с помощью ДНК-связывающего домена. ДНК-связывающий домен распознает последовательность нуклеотидов промотора, формируя между ней и остатками своих АМК водородные связи и Вандерваальсовые контакты. Нуклеотидные основания заключены внутри двойной спирали, поэтому большинство ТФ связываются с большой бороздкой ДНК [20] (рис. 5). Сродство ТФ к промоторам обусловлено взаимодействиями с сахарно-фосфатным остовом, в том числе позитивно заряженных аминокислот с фосфатами.

Общие ТФ помогают РНК полимеразе II связываться с основным промотором, способствуют раскручиванию ДНК, переходу от инициации транскрипции к удлинению цепи РНК [9], [21]. С проксимальными промоторами связываются ТФ, которые изменяют сродство основного промотора к РНК-полимеразе. Так, транскрипционный фактор Oct4, который использовался для перепрограммирования соматических клеток в ИПСК, связывается с промоторами своих генов-мишеней и может как способствовать транскрипции, так и подавлять её [2]. С энхансерами и сайленсерами связываются ТФ-активаторы или ТФ-репрессоры транскрипции [9]. Репрессоры и активаторы могут соревноваться за один и тот же сайт-мишень ДНК или блокировать действия друг друга [22].

ТФ взаимодействуют напрямую или через другие белки с помощью доменов белкового взаимодействия (protein interaction domains) , стабилизируя транскрипционный комплекс и повышая интенсивность транскрипции [21], [22]. Чтобы поддерживать плюрипотентность ЭСК, Oct4 тоже взаимодействует с другими ТФ: Sox2, Sall4, Zfp143 и пр., о чём подробнее расскажем ниже [4]. ТФ также связываются с белками-корегуляторами, которые могут активировать (коактиваторы) или подавлять (корепрессоры) экспрессию генов. Некоторые из них объединяют все участвующие в транскрипции молекулы подобно каркасу, некоторые — катализируют реакции эпигенетических модификаций. Известно, что без помощи корегуляторов не обходится и Oct4 [4], [22], [23].

Фактор плюрипотентности Oct4

Cо временем исследователи пришли к мнению, что основными регуляторами транскрипции в плюрипотентных стволовых клетках являются транскрипционные факторы Oct4, Sox2 и Nanog. Рассмотрим, как эти ТФ справляются со своей задачей на примере Oct4 [4].

Связывающие октамер белки (Oct) — группа ТФ, которые специфически связываются с 8-нуклеотидной последовательностью ATGCAAAT [24]. Oct4 активирует экспрессию генов, поддерживающих плюрипотентность и самообновление СК, и в то же время подавляет экспрессию генов, способствующих дифференцировке, репрессирует специфичные для клеток конкретных тканей факторы транскрипции [4].

Есть группа мишеней, которые как активируются, так и подавляются в зависимости от уровня экспрессии Oct4. Но в основном этот ТФ однозначно выступает в роли либо активатора, либо ингибитора транскрипции своих генов-мишеней [4].

Посмотрим, что из себя представляют наиболее известные из генов-мишеней Oct4.

Если судить об Oct4 по его влиянию на эти 9 генов, то напрашиваются некоторые выводы. Oct4 подавляет экспрессию генов, продукты которых способствуют образованию внезародышевых тканей трофобласта (Cdx2, Stk40, Hand1) и его имплантации в стенку матки (ХГЧ). А гены, активируемые Oct4, важны для дифференцировки клеток сразу после выхода ЭСК из плюрипотентного состояния (Utf1), развития эмбриона (Fgf4), поддержания плюрипотентности ЭСК (Zfp206, miR-302) [36] (рис. 6).

При этом среди генов, положительно регулируемых Oct4, есть те, экспрессия которых способствует образованию раковых опухолей (Utf1, Fgf4, остеопонтин). Да и сам Oct4, который не экспрессируется в нормальных тканях взрослого организма, был обнаружен в некоторых раковых опухолях человека. Интенсивная экспрессия Oct4 способствует развитию опухолей, метастазированию и повышению смертности из-за рака. Но у людей, в опухолях которых экспрессия Oct4 умеренная или низкая, такого не наблюдается [37]. Это можно объяснить тем, что стволовые и раковые клетки имеют некоторые сходства, конкретно — способность клеток неограниченно делиться, которую Oct4 поддерживает в ЭСК [38].

Авто- и кросс-регуляция транскрипционных факторов

Основной список генов-мишеней Oct4 не ограничивается перечисленными выше и состоит из 33 генов, которые часто кодируют факторы транскрипции (как и гены-мишени других факторов плюрипотентности, Sox2 и Nanog). Для того чтобы справиться с регуляцией такого большого числа генов, Oct4 взаимодействует с другими ТФ и корегуляторами [4]. Oct4, Sox2 и Nanog в ЭСК вместе занимают много регуляторных последовательностей их генов-мишеней, играют основную роль в поддержании плюрипотентности, активируют экспрессию друг друга [39]. Например, регуляторные последовательности многих генов-мишеней Oct4 содержат сайты, с которыми может связаться Sox2, отделённые от связывающего Oct4 сайта всего несколькими нуклеотидами, что говорит о тесном сотрудничестве этих ТФ.

Oct4 взаимодействует и с другими ТФ, поддерживающими плюрипотентность (Sall4, Zfp143, Zfp206, Esrrb, Dax1 и Tcfcp2l1). Некоторым из них (Esrrb, Tcfcp2l1 и Dax1) Oct4 помогает нацеливаться на общие сайты. Oct4 и ТФ плюрипотентности создают авторегуляторные и кросс-регуляторные петли [4]. При авторегуляции ТФ связывается со своим собственным промотором и либо активирует, либо репрессирует транскрипцию. Авторегуляция позволяет определять и контролировать концентрации ТФ в клетке без посредников, которых тоже нужно было бы регулировать. Кросс-регуляция — это регуляция экспрессии одного транскрипционного фактора другим [40], [41], (рис 7).

Из-за того, что один только фактор плюрипотентности Oct4 имеет более трёх десятков генов-мишеней и сложную сеть взаимодействий с другими транскрипционными факторами, предсказание и тем более контроль поведения трансплантированных в организм пациента плюрипотентных клеток — очень амбициозная и пока открытая задача. К тому же Oct4, Nanog и Sox2 иногда экспрессируются в том числе в клетках раковых опухолей, а значит, могут способствовать развитию онкологических заболеваний [42]. Это может быть основным препятствием на пути применения ЭСК в клеточной терапии.

Клеточная терапия сегодня

Несмотря на популярность темы терапии стволовыми клетками, случаев успешного лечения кого-либо ЭСК в литературе не описано. Неудивительно ведь чем больше путей дифференцировки открыто для клеток, тем серьёзнее могут быть побочные эффекты их введения в организм пациента.

Но даже последствия подтяжки лица введением более дифференцированных, чем ЭСК, мезенхимальных стволовых клеток (МСК), могут оказаться неожиданно тяжёлыми. Их на себе испытала жительница США после прохождения процедуры, суть которой состояла в извлечении МСК из жировой ткани клиента и возвращении их под кожу лица, особенно вокруг глаз. Косметологическая клиника явно не справилась со своей задачей: веко женщины нависло над правым глазом, область вокруг него опухла. Через 3 месяца американка пришла к врачам с жалобой на то, что не может открыть глаз без сильной боли и что каждый раз, когда она всё же поднимает веко, раздается резкий звук, похожий на щелчок крошечных кастаньет. Женщина легла под нож, и спустя шесть с половиной часов хирурги извлекли из её века и ткани, окружающей глаз, небольшие кусочки костей — именно они щёлкали из-за трения друг о друга. Как же так вышло, что кости оказались в таком неподходящем месте? Дело в том, что кроме МСК косметологи также ввели женщине кожный наполнитель против морщин, основным компонентом которого является гидроксиапатит кальция, запускающий костную дифференцировку МСК. Это пластические хирурги и не учли, подвергнув опасности здоровье своей клиентки.

А на что способны стволовые клетки с бо́льшим потенциалом? Ответ даёт случай, когда мальчику с атаксией-телеангиэктазией (врожденной нейродегенеративной болезнью) в московской больнице в мозг и его оболочки ввели нервные фетальные стволовые клетки (более дифференцированные, чем эмбриональные, но по своему «могуществу» от них не очень далекие) [43]. Через четыре года после этой операции у пациента обнаружили несколько очагов опухоли головного мозга. Молекулярные и цитогенетические исследования показали, что клетки опухоли отличны от клеток пациента, что позволяет предположить её развитие из трансплантированных СК.

Похожая история произошла с американцем Джимом Гассом. Мужчина хотел полностью реабилитироваться после инсульта, из-за которого у него ослабла левая нога и отнялась левая рука. Ради этого Джим искал лечение в клиниках различных стран, пока не остановился на Мексике, где ему инъецировали фетальные стволовые клетки, доставленные из России. Однако спустя какое-то время американца поразил паралич всего тела ниже шеи. На обследовании врачи обнаружили опухоль в нижней части его позвоночника, которая оказалась огромной массой кровавой ткани из слабо дифференцированных чужеродных клеток. По всей видимости, она и послужила причиной ухудшения состояния Гасса. Агрессивный рост опухоли доктора смогли только замедлить, но не остановить.

Теперь представьте, что случится, если ввести пациенту именно эмбриональные стволовые клетки. Страшно? Мне тоже. Хотя напрягать воображение не обязательно: введение СК лабораторным животным является стандартным методом их проверки на плюрипотентность. Не обошёлся без него и вышеупомянутый эксперимент Шиньи Яманаки.

Почему же трансплантированные стволовые клетки ведут себя «неадекватно»? Причиной служит то, что они оказываются в несвойственной для себя обстановке. Деление и дифференцировка СК регулируются сложной системой взаимодействий с межклеточным веществом и соседними клетками, а при искусственном введении СК в организм нужное окружение зачастую не создается, и клетки теряются среди незнакомых им сигналов, что может приводить к усугублению состояния пациентов.

Есть только один тип СК, который научились совершенно безопасно применять в медицине — гемопоэтические стволовые клетки (ГСК), прародители клеток крови. Если пациент имеет мутацию, которая вредит кроветворению, ему можно пересадить ГСК донора или его собственные ГСК. Во втором случае клетки предварительно изымают и исправляют мутацию с помощью генной инженерии .

О симбиозе генной инженерии и медицины рассказывает спецпроект Биомолекулы «Генная терапия».

Но как лечить заболевания, не связанные с кроветворением, если другие СК использовать небезопасно? Лечить глубокие раны, восстанавливать хрящ, создавать роговицу и хрусталик можно, если изъять дифференцированные клетки, ещё способные к делению, размножить их в лаборатории и вернуть обратно. Если подходящих для лечения конкретного заболевания клеток в организме нет, можно взять у пациента СК и в лаборатории создать условия, при которых они стали бы дифференцироваться в нужные клетки. Таким образом исследователи предлагают получать клетки для лечения диабета, болезни Паркинсона, лейкоза, восстановления сетчатки. Однако СК в организме взрослого человека обычно недостаточно для клеточной терапии. Данную проблему могли бы решить ИПСК, но технология их получения пока недостаточно эффективна: успеха с плюрипотенцией достигает крайне немного клеток, и в опытах на животных было показано, что они тоже вызывают иммунный ответ. Возможно, это связано с тем, что репрограммирование провоцирует мутации.

Вероятно, из-за необходимости развития регенеративной медицины мы будем вынуждены создавать более совершенные технологии получения плюрипотентных стволовых клеток и контроля их поведения в организме пациента. А здесь уже не обойтись без изучения механизмов поддержания плюрипотентности ЭСК, в которых большую роль играют транскрипционные факторы, в том числе Oct4.

Литература

1. Как сделать нейрон из фибробласта?;
2. K. K. Niakan, J. Han, R. A. Pedersen, C. Simon, R. A. R. Pera. (2012). Human pre-implantation embryo development. Development. 139, 829-841;
3. Kazutoshi Takahashi, Shinya Yamanaka. (2006). Induction of Pluripotent Stem Cells from Mouse Embryonic and Adult Fibroblast Cultures by Defined Factors. Cell. 126, 663-676;
4. Guilai Shi, Ying Jin. (2010). Role of Oct4 in maintaining and regaining stem cell pluripotency. Stem Cell Research & Therapy. 1, 39;
5. Kazutoshi Takahashi, Shinya Yamanaka. (2006). Induction of Pluripotent Stem Cells from Mouse Embryonic and Adult Fibroblast Cultures by Defined Factors. Cell. 126, 663-676;
6. Нобелевская премия по физиологии и медицине (2012): индуцированные стволовые клетки;
7. Была клетка простая, стала стволовая;
8. Rasoul Godini, Haider Yabr Lafta, Hossein Fallahi. (2018). Epigenetic modifications in the embryonic and induced pluripotent stem cells. Gene Expression Patterns. 29, 1-9;
9. Thomas Shafee, La Trobe Institute for Molecular Science, Melbourne, Australia, Rohan Lowe, La Trobe Institute for Molecular Science, Melbourne, Australia. (2017). Eukaryotic and prokaryotic gene structure. Wiki J Med. 4;
10. Эпигенетика: невидимый командир генома;
11. Rasoul Godini, Haider Yabr Lafta, Hossein Fallahi. (2018). Epigenetic modifications in the embryonic and induced pluripotent stem cells. Gene Expression Patterns. 29, 1-9;
12. Sandy L. Klemm, Zohar Shipony, William J. Greenleaf. (2019). Chromatin accessibility and the regulatory epigenome. Nat Rev Genet. 20, 207-220;
13. Пилюли для эпигенома;
14. Kazuhiro Maeshima, Sachiko Tamura, Jeffrey C. Hansen, Yuji Itoh. (2020). Fluid-like chromatin: Toward understanding the real chromatin organization present in the cell. Current Opinion in Cell Biology. 64, 77-89;
15. Вездесущий убиквитин;
16. SUMO: японская борьба или уникальная посттрансляционная модификация?;
17. Eric L. Greer, Yang Shi. (2012). Histone methylation: a dynamic mark in health, disease and inheritance. Nat Rev Genet. 13, 343-357;
18. James S. Godde, Kiyoe Ura. (2009). Dynamic alterations of linker histone variants during development. Int. J. Dev. Biol.. 53, 215-224;
19. Chenyi Pan, Yuhong Fan. (2016). Role of H1 linker histones in mammalian development and stem cell differentiation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Gene Regulatory Mechanisms. 1859, 496-509;
20. P. V. G. M. Rathnayake, B. G. C. M. Gunathunge, P. N. Wimalasiri, D. N. Karunaratne, R. J. K. U. Ranatunga. (2017). Trends in the Binding of Cell Penetrating Peptides to siRNA: A Molecular Docking Study. Journal of Biophysics. 2017, 1-12;
21. Anders M. Näär, Bryan D. Lemon, Robert Tjian. (2001). Transcriptional Coactivator Complexes. Annu. Rev. Biochem.. 70, 475-501;
22. Gonzalez, D.H. Plant Transcription Factors: Evolutionary, Structural, and Functional Aspects. Academic Press, 2016. — 434 p.;
23. Jaya Nautiyal. (2017). Transcriptional coregulator RIP140: an essential regulator of physiology. Journal of Molecular Endocrinology. 58, R147-R158;
24. Feng-Qi Zhao. (2013). Octamer-binding transcription factors: genomics and functions. Front Biosci. 18, 1051;
25. Qiuye Bao, Amir Morshedi, Fulu Wang, Sharma Bhargy, Konstantin Pervushin, et. al.. (2017). Utf1 contributes to intergenerational epigenetic inheritance of pluripotency. Sci Rep. 7;
26. Susanne M. Kooistra, Rajkumar P. Thummer, Bart J.L. Eggen. (2009). Characterization of human UTF1, a chromatin-associated protein with repressor activity expressed in pluripotent cells. Stem Cell Research. 2, 211-218;
27. D C Ambrosetti, C Basilico, L Dailey. (1997). Synergistic activation of the fibroblast growth factor 4 enhancer by Sox2 and Oct-3 depends on protein-protein interactions facilitated by a specific spatial arrangement of factor binding sites.. Mol. Cell. Biol.. 17, 6321-6329;
28. Zheng-Xu Wang, Jacqueline L.L. Kueh, Christina Hui-Leng Teh, Michael Rossbach, Linda Lim, et. al.. (2007). Zfp206Is a Transcription Factor That Controls Pluripotency of Embryonic Stem Cells. STEM CELLS. 25, 2173-2182;
29. Mehmet Arif Icer, Makbule Gezmen-Karadag. (2018). The multiple functions and mechanisms of osteopontin. Clinical Biochemistry. 59, 17-24;
30. Magdalena Kijewska, Marta Kocyk, Michal Kloss, Karolina Stepniak, Zbigniew Korwek, et. al.. (2017). The embryonic type of SPP1 transcriptional regulation is re-activated in glioblastoma. Oncotarget. 8, 16340-16355;
31. Yanli Xin, Yanliang Wang, Liang Zhong, Bingbo Shi, Hui Liang, Jianyong Han. (2019). Slc25a36 modulates pluripotency of mouse embryonic stem cells by regulating mitochondrial function and glutathione level. Biochemical Journal. 476, 1585-1604;
32. Xue-Ming Zhao, Wei-Hua Du, Hai-Sheng Hao, Dong Wang, Tong Qin, et. al.. (2012). Effect of vitrification on promoter methylation and the expression of pluripotency and differentiation genes in mouse blastocysts. Mol. Reprod. Dev.. 79, 445-450;
33. Marc Jung, Hedi Peterson, Lukas Chavez, Pascal Kahlem, Hans Lehrach, et. al.. (2010). A Data Integration Approach to Mapping OCT4 Gene Regulatory Networks Operative in Embryonic Stem Cells and Embryonal Carcinoma Cells. PLoS ONE. 5, e10709;
34. Pual Riley, Lynn Anaon-Cartwight, James C. Cross. (1998). The Hand1 bHLH transcription factor is essential for placentation and cardiac morphogenesis. Nat Genet. 18, 271-275;
35. Limin Liu, Douglas Leaman, Michel Villalta, R. Michael Roberts. (1997). Silencing of the Gene for the α-Subunit of Human Chorionic Gonadotropin by the Embryonic Transcription Factor Oct-3/4. Molecular Endocrinology. 11, 1651-1658;
36. Guang Jin PAN, Zeng Yi CHANG, Hans R. SCHÖLER, Duanqing PEI. (2002). Stem cell pluripotency and transcription factor Oct4. Cell Res. 12, 321-329;
37. Yin-Hsun Feng, Yu-Chu Su, Shuo-Fu Lin, Pey-Ru Lin, Chao-Liang Wu, et. al.. (2019). Oct4 upregulates osteopontin via Egr1 and is associated with poor outcome in human lung cancer. BMC Cancer. 19;
38. Льюин Б. Клетки. Москва: БИНОМ, 2011. — 951 с.;
39. I. Garcia-Tuñon, D. Guallar, S. Alonso-Martin, A.A. Benito, A. Benítez-Lázaro, et. al.. (2011). Association of Rex-1 to target genes supports its interaction with Polycomb function. Stem Cell Research. 7, 1-16;
40. Erik Bateman. (1998). Autoregulation of Eukaryotic Transcription Factors. Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology. 133-168;
41. Stephen T. Crews, Joseph C. Pearson. (2009). Transcriptional autoregulation in development. Current Biology. 19, R241-R246;
42. Bede van Schaijik, Paul F Davis, Agadha C Wickremesekera, Swee T Tan, Tinte Itinteang. (2018). Subcellular localisation of the stem cell markers OCT4, SOX2, NANOG, KLF4 and c-MYC in cancer: a review. J Clin Pathol. 71, 88-91;
43. Ninette Amariglio, Abraham Hirshberg, Bernd W Scheithauer, Yoram Cohen, Ron Loewenthal, et. al.. (2009). Donor-Derived Brain Tumor Following Neural Stem Cell Transplantation in an Ataxia Telangiectasia Patient. PLoS Med. 6, e1000029;
44. Forostyak O., Dayanithi G., Forostyak S. CNS Regenerative Medicine and Stem Cells. Opera Medica et Physiologica, 2016. P. 55–62.